PRACTICA: REALIZAR BIOMETRIA HEMATICA

REALIZAR BIOMETRIA HEMATICA

CENTRO DE BACHILLERATO TECNOLÓGICO INDUSTRIAL Y DE SERVICIOS NO.199

PROFESOR: DR. VICENTE MARTÍNEZ FRAGOSO

ALUMNO: SARAI PÉREZ TOVAR

SEMESTRE:4º      GRUPO: DM

LABORATORISTA CLINICO

CONTEO DE ERITROCITOS

OBJETIVO

Aprender a realizar un recuento de Eritrocitos por milímetro cúbico de sangre, interpretar el resultado, así como adiestrarse en el manejo de la cámara de Neubauer y la pipeta de Thoma

FUNDAMENTO

Para el conteo de eritrocitos, se usan métodos sistemáticos que son más rápidos y precisos, y los métodos manuales.

Todo método manual de recuento celular incluye 3 fases:

* Dilución de la sangre

* Muestreo de la sangre diluida en un volumen

*Recuento de células en ese volumen

Una suspensión celular se caracteriza por presentar un número de partículas microscópicas dispersas en un fluido. Habitualmente será necesario determinar tanto la densidad de las células en la suspensión como el porcentaje de éstas que son viables.

Para determinar la densidad de las células se emplean diferentes técnicas, desde la relativamente simple cámara de contaje celular de la que existen numerosas variantes, entre ellas la que utiliza la cámara de Neubauer

Para el conteo de eritrocitos, es necesario diluir la sangre con el líquido de Hayem, en una proporción exacta. Luego se examina en el microscopio con una cantidad pequeña colocada en la cámara de Neubauer, contando el número de elementos que se encuentran en el retículo de la cámara y mediante una operación se obtiene el número total.

Para la realización del conteo manual se necesita un líquido de dilución, una cámara de recuento, una pipeta diluidora y un microscopio.

MATERIAL

* Pipeta de Thoma para glóbulos rojos (perla roja)

*Equipo para venopuncion

*Boquilla roja

*Tubo de plástico

*Tubos de ensayo

*Papel parafin

* Cámara de Neubauer

*Cubrehematimetro

*Microscopio

*Gasas

SUSTANCIAS

*Alcohol al 70%

* Sangre venosa

*Liquido de Hayem

PROCEDIMIENTO

1. Una vez seleccionada, se desinfecta la zona con alcohol al 70%, y se practica punción venosa. La sangre es recogida en un tubo lila con EDTA.

2. Colocar el tubo de plástico y la boquilla para aspirar en la pipeta.

3. Llenar la pipeta de glóbulos rojos con sangre hasta la marca 0.5 para realizar una dilución de 1/200, y si se carga hasta 1, la dilución será 1/100. Limpiar la punta con gasa o papel absorbente. Si la sangre se pasa de la marca, se puede absorber con gasa el excedente.

4. Introducir la pipeta en el tubo o frasquito que contiene el diluyente (Hayem) y llenar de líquido de dilución hasta la marca de 101.

5. Se tapa la punta con papel parafin y se coloca en un rotador automático o se hace rotar manualmente de 2-3 minutos.

6. Destapar la pipeta y descartar 3 a 4 gotas del tallo, luego colocar una gota pequeña cerca de un extremo de la cámara para que por capilaridad se llene exactamente. Dejar 2 minutos  que los eritrocitos se sedimenten.

7. Colocar en la platina del microscopio y enfocar la cuadricula a 10x. luego con el objetivo de 40x contar sobre el cuadro grande central de la cámara solo en 5 cuadrados pequeños: uno central y cuatro angulares (80 cuadritos del total).

8. En el recuento se incluyen las células que cubren o tocan por dentro o por fuera las líneas limitantes superior e izquierda en el cuadro pequeño de recuento y no se consideran los que estén en los límites inferior y derecho. 

OBSERVACIONES

 Cámara de Neubauer, 10x

El rayado de la cámara de Neubauer cubierta de miles de eritrocitos, que destacan por su forma redonda y gran cantidad.

Cámara de Neubauer, 40x

Enfocando el cuadro central de los cuadros pequeños, se aprecian claramente los 16 cuadritos pequeños donde se tienen que contar los eritrocitos que hay en ellos.

RESULTADOS

Los recuentos de eritrocitos  se expresan como concentraciones, que en este caso serían número de células por unidad de volumen de sangre, que es 1mm3.

Después de contar los hematíes de los 5 cuadrados pequeños, se suman y con dicha cantidad de hace el siguiente cálculo:

N° de hematíes x mm3 = altura x dilución x área 

N° de hematíes x mm3 = 1/10 x 1/200 x 1/5 = 1/10 000

N° de hematíes x mm3 = hematíes contados x 10 000

En el análisis hecho, el número de eritrocitos fue de 491, que al multiplicarse por 10 000 daba como resultado 4 910 000/mm3, lo que indica un índice normal pues el paciente era una mujer de 11 años de edad.

VALORES DE REFERENCIA

(Millones de células/mm3)

Hombres:………………………………..4 500 000-5 500 000

Mujeres:…………………………...…….4 000 000-5 000 000

Niños (4 años):……….........................4 200 000-5 200 000

Lactantes (1-6 meses):....…………….3 800 000-5 200 000

Recién nacidos:………………………..5 000 000-6 000 000

CONCLUSIÓN

Los eritrocitos o glóbulos rojos son células de color amarillento, con la forma  de un disco bicóncavo, sin núcleo y contienen un pigmento llamado hemoglobina que les otorga su característico color.

Estos se forman constantemente en la medula ósea, en el cráneo, las costillas, las vértebras y el esternón, en un proceso conocido como eritropoyesis. Viven aproximadamente 120 días y al envejecer son destruidos por las células reticuloendoteliales del  hígado, la medula ósea y el bazo.

La falta de núcleo le confiere la virtud de acarrear oxigeno sin consumir nada de él. 

La pipeta de Thoma para glóbulos rojos está constituida por dos porciones capilares y un bulbo central. El tubo capilar inferior está dividido en 10 partes iguales con marcas de 0.5 y 1.0. En el interior del bulbo existe una perlita de plástico roja para favorecer la mezcla de sangre con el líquido y en el capilar superior hay una marca de 101.

El líquido de dilución no solamente debe de diluir los eritrocitos hasta cifras legibles, sino que también permita identificarlos y que destruya otros elementos celulares que no son de interés en este momento. En general se puede usar cualquier solución isotónica como diluyente y pueden ser:

*Soluciones de Gower

*Soluciones de Dace

*Solución salina de NaCl al 0.9%

*Liquido de Hayem, el cual está formado de 5g de NaCl, 2.5g de Na2SO4, 2.5g de MgCl2 y agua destilada para un litro. Este último es el más usado.

Es muy importante observar que en la cámara de Neubauer las áreas de recuento de eritrocitos y linfocitos son diferentes.

Los glóbulos rojos se cuentan en las áreas coloreadas de rojo, mientras que los glóbulos blancos se cuentan en las áreas coloreadas de azul.

Para realizar el conteo se enfoca con el objetivo 40x, y se localiza el cuadro central con el condensador bajo y luz débil.

Para proceder al recuento, que se lleva a cabo en los cuadrados pequeños del retículo marcado en color rojo, contando las células en cada cuadro, en barrido o fila.

Bibliografía:

Fundamentos y técnicas de análisis hematológicos, articulo consultado el día 10 de marzo de 2012 en: http://html.rincondelvago.com/fundamentos-y-tecnicas-de-analisis-hematologicos-y-citologicos.html

Cámara de Neubauer, consultado el día 10 de marzo de 2011 en http://2l2m-laboratoristaclinico.blogspot.com/2009/04/camara-de-neubauer.html

Martínez Fragoso, Vicente. Manual de Biometría Hemática. CBTis199, México, 2012. Pp. 9-11



PRACTICA: REALIZAR UNA BIOMETRIA HEMATICA

REALIZAR BIOMETRIA HEMATICA

CENTRO DE BACHILLERATO TECNOLÓGICO INDUSTRIAL Y DE SERVICIOS NO.199

PROFESOR: DR. VICENTE MARTÍNEZ FRAGOSO

ALUMNO: SARAI PÉREZ TOVAR

SEMESTRE:4º      GRUPO: DM

LABORATORISTA CLINICO

OBJETIVO

Aprender a realizar la prueba del hematocrito utilizando el macro y micro método, conocer su importancia en el diagnóstico de enfermedades y la forma adecuada de su procedimiento.

FUNDAMENTO

El hematocrito es un examen de sangre que mide el porcentaje del volumen de toda la sangre que está compuesta de glóbulos rojos. Esta medición depende del número de glóbulos rojos y de su tamaño. El resultado se expresa en porcentaje.

El hematocrito casi siempre se ordena como parte de un conteo sanguíneo completo (hemograma).

Para la realización de esta prueba, con el macro método, la sangre se extrae típicamente de una vena, por lo general de la parte interior del codo o del dorso de la mano.

Cuando se inserta la aguja para extraer la sangre, algunas personas sienten un dolor moderado, mientras que otras sólo sienten un pinchazo o sensación de picadura. Posteriormente, puede haber algo de sensación pulsátil.

Un volumen de sangre se deposita en un tubo de Wintrobe, por medio de una pipeta, hasta la marca del 10 y se debe de centrifugar. Al terminar la prueba, deben de quedar separados el plasma de la sangre y las células, depositándose en el fondo y presentando un color rojo intenso.

Para la realización del micro método, se utilizan unos tubos de un calibre muy delgado, llamados capilares, y pueden ser llenados con la misma sangre venosa o de capilar. Este último es el más usado, por ser más rápido y menos riesgoso al usar sangre capilar. Para su lectura se usa una escala estandarizada.

MATERIAL

*Tubo de Wintrobe

*Pipetas Pasteur

*Equipo para venopuncion

*Tubos capilares azules o rojos

*Encendedor o cerillos

*Centrifuga

*Microcentrifuga

SUSTANCIAS:

*Alcohol al 70%

MATERIAL BIOLÓGICO:

*Sangre venosa

PROCEDIMIENTO

1.-Una vez seleccionada, se desinfecta la zona con alcohol al 70%, y se practica punción venosa. La sangre es recogida en un tubo lila con EDTA.

2.-Llenar el tubo de Wintrobe con la sangre extraída con anticoagulante ayudándose de una pipeta Pasteur, comenzando desde el fondo hasta la marca superior de 100 mm, teniendo cuidado de no provocar espuma ni dejar burbujas en el tubo.

3.-Se recomienda como medida de precaución tapar el tubo con un tapón de goma para evitar la evaporación.

4.-Centrifugar a 3000 rpm durante 30 minutos.

5.-Leer directamente de la graduación la columna de glóbulos rojos y anotar resultados.

Para Microhematocrito:

1.-Tomar la muestra en capilares rojos heparinizados directamente del dedo, o utilizar capilares azules sin heparina para sangre venosa con anticoagulante EDTA. Debe llenarse aproximadamente 70-80% del capilar, sin dejar burbujas de aire.

 

2.-Ocluir (tapar) el extremo del capilar que no estuvo en contacto con la sangre, con plastilina o sellando con fuego.

3.-Colocar el capilar sobre la plataforma del cabezal de la microcentrifuga, con el extremo ocluido adherido al reborde externo de la plataforma.

4.-Centrifugar por 5 minutos entre 10 000 y 12 000 rpm

5.-Para leer el resultado, se lleva a cabo una regla de tres, midiendo el volumen total de plasma y eritrocitos o por medio de la regleta.

6.-Para la regleta, se sostiene el tubo frente a la escala de manera que el fondo de la columna de eritrocitos, quede exactamente al mismo nivel de la línea hroizontal correspondiente al cero

7.-Desplazar el tubo a través de la escala hasta que la línea marcada con el 1.0 quede al nivel del tope del plasma.  El tubo debe de encontrarse completamente en posición vertical.

8.-La línea que pase al nivel del tope de la columna de eritrocitos indicara la fracción del volumen de estos.

OBSERVACIONES

Tras una centrifugación de la sangre total se pueden apreciar dos niveles, uno con el depósito de los glóbulos rojos, principalmente y en color rojo oscuro, otra capa blanca, de leucocitos y una delgada de color gris, que son plaquetas y finalmente otro nivel del plasma total, de un leve color amarillento.

RESULTADOS

En el tubo de Wintrobe se mide directamente el nivel de la columna de glóbulos rojos, comparando el número de la lectura con los siguientes porcentajes:

Hombres: 47.0 ±5.0%

Mujeres: 42.0 ±5.0%

Niños (5 años) 38%-44%

Lactantes (3 meses): 37-42%

Recién nacidos: 50-58%

La sangre era de Edgar Osvaldo Pérez García, y el tubo de Wintrobe demostró un 49% de eritrocitos, estando en un rango normal.

En el tubo capilar, al comparar con la regleta, se obtuvo un valor de 49%, al igual que el Wintrobe.

Sin embargo con los cálculos matemáticos hubo una pequeña diferencia.

Se considera a la medida total de eritrocitos, leucocitos y plasma en mm como un 100% y con la medida de solo los eritrocitos tambien en mm se obtiene su porcentaje con respecto a este por medio de una regla de tres:

Medida total= 58 mm (eritrocitos, leucocitos y plasma)

Medida de eritrocitos= 29 mm

58 mm -------------------------- 100%

29 mm ------------- x (hematocrito)

HEMATOCRITO: 50 %

CONCLUSIÓN

Con el valor hematocrito se confirma el diagnostico de diferentes enfermedades y patologías, principalmente de las anemias y la policitemia. En esta prueba se mide la cantidad de eritrocitos de la sangre en porcentaje del total, o lo que es lo mismo, el porcentaje de células que transportan  oxígeno frente al volumen total de sangre, determinado por proceso de centrifugación. En este proceso, se pueden apreciar dos niveles, las células sanguíneas que se sedimentan, y el plasma total que flota. En definitiva es la relación porcentual entre ambos lo que representa el valor hematocrito.

Normalmente, el valor hematocrito se realiza en un análisis completo de hematimetría, donde consta el recuento de hematíes.

Los patrones de los valores del hematocrito  dependen de la edad y del sexo, así como de la altitud geográfica. Otra de las observaciones a tener en cuenta es que los valores varían de un laboratorio a otro, de ahí que en los resultados de las pruebas analíticas se pongan también los valores usados; no obstante los datos mostrados anteriormente son los más comunes y consensados.

De acuerdo a esto, un índice bajo de Hematocrito puede deberse a:

*Anemia

*Fallos en la médula ósea (Radiaciones, toxinas, fibrosis, tumores, etc.)

*Embarazo

*Hemorragias

*Hipertirodismo

*Hemolisis (destrucción de glóbulos rojos) por una transfusión

*Leucemia

*Problemas de alimentación

*Artritis reumatoide

Y un índice alto de Hematocrito puede deberse a:

*Cardiopatías

*Deshidratación

*Eclampsia (en el embarazo)

*Enfermedades pulmonares crónicas

*Exceso de formación de hematíes (eritrocitosis)

*Policitemia vera

*Choque (shock)

Bibliografía:

*Hematocrito, articulo web consultado el día 10 de marzo de 2012 en: http://www.nlm.nih.gov/medlineplus/spanish/ency/article/003646.htm.

*Hematies, artículo consultado el 10 de marzo de 2012 en:

http//rincondelvago.//formula roja//hematíes//

*Martínez Fragoso, Vicente. Manual de Biometría Hemática. CBTis199, México, 2012. Pp.



Para macrohematocrito:

PRACTICA:PROCESAR CULTIVOS BACTERIOLOGICOS

SEP                                      DGETI                                SEMS

CENTRO DE BACHILLERATO TECNOLÓGICO INDUSTRIAL Y DE SERVICIOS NO. 199

“EMILIANO ZAPATA SALAZAR”

MATERIA: PROCESAR CULTIVOS BACTERIOLÓGICOS

PROFESOR: DR. VICENTE MARTÍNEZ FRAGOSS

ALUMNO: SARAI PEREZ TOVAR

GRADO: 4°             GRUPO: DM

ESPECIALIDAD: LABORATORISTA CLÍNICO

SEMESTRE: ENERO-JULIO 2012

PREPARACIÓN, FIJACIÓN Y COLORACIÓN SIMPLE DE FROTIS

OBJETIVO

 Aprender las técnicas de preparación del frotis, de fijación y coloración más utilizadas en el estudio macroscópico de cultivos bacterianos, para poder así dar pauta a la identificación de las principales formas bacterianas y comprender la importancia de las tinciones y su adecuado uso.

FUNDAMENTO

Debido al pequeño tamaño de la mayoría de los microorganismos, se requiere de un microscopio óptico, ya sea de campo claro o de campo oscuro para poder realizar la descripción de estos.

El microscopio más común es el de campo claro, en el cual la observación de células vivas es limitada, debido a que estas son incoloras y permiten el paso de un gran cantidad de luz.

Debido a este factor, la observación de frotis teñido es más recomendable.

Se denomina frotis a la extensión que se realiza sobre un portaobjetos de una muestra o cultivo con objeto de separar lo más posible los microorganismos, ya que si aparecen agrupados en la preparación es muy difícil obtener una imagen clara y nítida. Este frotis debe ser posteriormente fijado al vidrio del portaobjetos para poder aplicar los métodos habituales de tinción que permiten la observación al microscopio de las bacterias sin que la muestra sea arrastrada en los sucesivos lavados.

Los frotis de cultivos líquidos se deberán fijar con alcohol para evitar residuos del medio que al quemarse darán interferencias en las observaciones y los de colonias de medios sólidos se fijan generalmente con calor.

MATERIAL

* Mechero de Bunsen

*Asa de siembra

*  Portaobjetos

* Microscopio

* Pizeta

* Tubos de ensayo

* Centrifuga

MATERIAL BIOLÓGICO:

*Muestra biológica: heces fecales frescas y orina

* Cultivos bacterianos

REACTIVOS:

*  Azul de metileno

* Alcohol etílico

* Fenol

* Aceite de inmersión

PROCEDIMIENTO

1.    Analizar macroscópicamente al medio de cultivo

2.    Llenar a la mitad un tubo de ensayo con agua destilada. Tomar un aplicador e introducirlo a la muestra de heces, tomando lo mas mínimo posible de estas y disolver en el tubo con agua.

3.    Tomar un poco de orina, depositarla en otro tubo de ensayo y centrifugar durante 5 minutos a 3 000 rpm.

Preparación de frotis:

1.    Lavar  y secar perfectamente los portaobjetos.

2.    Limpiar la mesa o lugar de trabajo con fenol.

3.    Prender el mechero y esterilizar el asa en la flama del mechero hasta que se ponga al rojo vivo.

4.    Dejar enfriar el asa para evitar que al tomar la muestra los microorganismos sean destruidos. Después acercar al mechero el tubo de cultivo, quitarle el tapón y flamear rápidamente la boca del mismo, introducir el asa en el tubo de cultivo y tomar cuidadosamente la muestra.

5.    Del tubo de agua con un poco de heces disueltas, se flamea el asa, se deja enfriar y se mete al tubo para tomar un poco de la suspension, que posteriormente se extiende en el portaobjetos.

6.    Si hay sedimento en la orina, se decanta y se extiende el sedimento en el portaobjetos, con ayuda del asa previamente flameada.

7.    Del tubo de agua con un poco de heces disueltas, se flamea el asa, se deja enfriar y se mete al tubo para tomar un poco de la suspensión, que posteriormente se extiende en el portaobjetos.

8.    Si hay sedimento en la orina, se decanta y se extiende el sedimento en el porta objetos, con ayuda del asa flameada.

Fijación del frotis:

1.    Fijar los frotis de cultivos líquidos con dos gotas de metanol o etanol absoluto y dejar secar al aire (hacer esto en zonas alejadas del mechero).

2.    Los frotis de cultivos sólidos, completamente secos se fijaran con calor. Para esto se pasará el frotis rápidamente 2-3 veces en el interior de la parte amarilla de la flama del mechero.

3.    Palpar la parte inferior del portaobjetos con el dorso de la mano izquierda para enfriar y comprobar que no hubo sobrecalentamiento.

Tinción simple:

1.    Cubrir el frotis con 2 gotas de azul de metileno durante 30 segundos a 1 minuto.

2.    Eliminar el exceso de colorante con lavado suave al agua corriente o con la ayuda de la pizeta con agua.

3.    Dejar secar al aire

4.    Observar la preparación al microscopio localizando con el objetivo 10x, pasar luego a 40x y observar a detalle con el objetivo 100x, colocando previamente una gota de aceite de inmersión.

OBSERVACIONES

En el medio de cultivo agar sangre, se encontraban colonias puntiformes, blanquecinas, lisas, además de que eran hemolíticas del tipo B.

En el otro medio (amarillo) las colonias eran semejantes.

Frotis cultivo agar sangre 100x

Todo el campo se encontraba lleno de bacterias de morfología como de cocos, agrupados en sarcinas, por ser cultivo de exudado vaginal, se trataba de Gardnerella vaginalis.

 

Frotis heces 100x

Residuos de alimentos,E. coli y además destaca lo que parecía ser un huevecillo, que por su morfología semejaba al de una tenia.

Frotis orina, 100x

Distinguimos células epiteliales de las vías urinarias, pero además en la que está ubicada aproximadamente a las 10, se encuentran bacilos que la rodean.

RESULTADOS

En el frotis de orina y heces se encontraron bacilos cortos, tratándose de Escherichia coli, una enterobacteria, por eso es común encontrarla en heces.

En el medio de cultivo, en el cual había sido sembrado exudado vaginal se tomó de la colonia que estaba en el agar sangre, y tomando en cuenta las características macroscópicas y microscópicas, se determinó que se trataba de la bacteria Gardnerella vaginalis.

Es un bacilo inmóvil no encapsulado, puede presentar fimbrias y es corto con una longitud de 0.5. - 1.5 mm, lo que hace que parezca un cocobacilo pleomórfico, que usualmente se tiñe como Gramnegativo o Gram variable. Es un organismo anaerobio, presenta hemolisis del tipo beta en agar sangre humana. Son cataliza y oxidasa negativo.

Esta bacteria se va a poder aislar en agar, sangre incubado en anaerobiosis o en una atmósfera de 5% de CO2 a 35°c por 48 horas.

Se originan colonias translucida u opacas de 0.3 a 0.5 mm de diámetro, puntiforme, redondas, lisas, con hemolisis tipo beta.

CONCLUSIÓN

Para hacer un frotis debe utilizarse un portaobjetos limpio y desengrasado. Esperar hasta que el líquido se evapore o bien acelerar el proceso acercando el portaobjeto al aire caliente de la llama del mechero.

La fijación se efectúa para que los microorganismos queden adheridos al vidrio y no se desprendan del portaobjetos con los lavados a los que hay que someterlos posteriormente. La fijación coagula las sustancias proteicas de las células, lo cual hace que los microorganismos queden pegados al portaobjetos. Con este procedimiento no mueren todas las bacterias.

Fuentes consultadas:

·         Gardnerella vaginalis, consultado el día 10 de marzo del 2012, en http://html.rincondelvago.com/gardnerella-vaginalis.html

 



Practica I biometria hematica

REALIZAR BIOMETRIA HEMATICA

Práctica I

Centro de bachillerato Tecnologico Industrial y de Servicios no.199

Nombre del alumno: Sarai Perez Tovar

Dr. Vicente Martinez Fragoso

Laboratorista Clinico

Equipo no.2

Practica: Puncion Capilar

PUNCIÓN CAPILAR

OBJETIVO

Aprender a realizar correctamente la obtención de sangre por punción capilar o cutánea.

FUNDAMENTO

Los vasos sanguíneos son los conductos que conducen la sangre, y se dividen en arterias, venas y capilares.

Los capilares son conductos sumamente delgados que se entrelazan formando redes entre las arterias y las venas. Están constituidas por una sola capa de células epiteliales planas (endotelio) que les permite ser muy permeables.

La punción capilar o cutánea  recoge la sangre capilar que llega de las arteriolas, vénulas y capilares, mediante una microherida, en la epidermis, practicada con una aguja o lanceta. La composición de esta sangre es más parecida a la arterial que a la venosa.

Esta punción permite la obtención de una cantidad muy pequeña de sangre.

La sangre capilar se obtiene de la cara lateral del dedo medio o anular en los adultos, del lóbulo de la oreja y del dedo gordo del pie o talón en los niños.

MATERIAL:

* Algodón.

*  Lancetas desechables y estériles

*  Tubos capilares

*  Portaobjetos

*  Pipetas Pasteur

*  Cuba de tinción

*  Pizeta 

SUSTANCIAS:

*  Colorante de Wright

*  Buffer de fosfato

*  Alcohol al 70%

*  Agua 

PROCEDIMIENTO

1.    Una vez seleccionada la zona, se desinfecta la zona con alcohol al 70%, secar con algodón estéril.

2.    Punzar la piel con una lanceta estéril desechable (2 mm de profundidad).

3.    La primera gota de sangre se deja perder, limpiándola con la gasa sin tocar la zona pinchada

4.    Se espera a que caigan más gotas, sin exprimir el área pinchada porque eso diluiría la sangre con líquido extracelular. Se recogen las gotas de sangre necesarias sobre alguno de estos objetos:

 La tira reactiva.

* Tubo capilar, mientras se tapa su otro extremo con el dedo. Después de la recogida se pincha el tubo capilar en plastilina para que un pequeño fragmento de ésta obstruya su extremo o se sella con calor

* Sobre un portaobjetos, si es necesario estudiar una extensión de sangre. En este caso, se recogio en un portaobjetos.

5.     Aplicar tinción de Wright

6.    Observar al microscopio para diferenciar células sanguíneas.

OBSERVACIONES

Frotis sanguíneo 10x Se observa una gran cantidad de eritrocitos  en el frotis que contiene la muestra.

Frotis sanguíneo 40x Se distinguen la estructura de los eritrocitos, y el núcleo del leucocito al centro, el cual está teñido de color purpura

                   

Frotis 100x  Se Observa a gran detalle los eritrocitos, con el centro mas pálido, debido a su forma bicóncava. Destaca en el centro un conglomerado de plaquetas.

Frotis 100x  Aquí se observan diversos eritrocitos, con un neutrófilo en el centro del campo donde se puede distinguir con claridad su núcleo, y plaquetas conglomeradas en todo el campo

Frotis teñido 100x Se aprecia a los eritrocitos encimados unos de otros, y entre ellos destacan por su tamaño, color y forma tres neutrófilos.

Frotis 100x Se distingue a las dos un codocito o célula en forma de blanco. A su lado izquierdo un linfocito, con su característico núcleo enorme un neutrófilo

RESULTADOS

Como puede verse, es posible distinguir algunas de las células o elementos formes de la sangre, abundando en gran cantidad los eritrocitos, de los cuales la mayoría presentaba forma redonda con centro pálido, debido a su biconcavidad y otros más eran eliptocitos y solo fue encontrado un codocito como la forma más rara.

En cuanto a los leucocitos, abundaron los neutrófilos y unos cuantos linfocitos. No fue posible distinguir con claridad a los demás tipos de leucocitos, sin embargo esto no indica que no haya presencia de ellos en la sangre.

Las plaquetas, por lo regular se encontraban conglomeradas, presentándose como cuerpecillos diminutos color púrpura.

Debido a la falta de sangre, no fue posible llevar a cabo un micro hematocrito.

Pero cabe recordar que la finalidad de la práctica no es establecer todavía un diferencial, sino tomar la muestra correctamente.

CONCLUSIÓN

Los análisis sanguíneos son de gran importancia en el diagnóstico de muchas enfermedades, y son el pilar en los laboratorios clínicos. Dependiendo del tipo de examen a realizar o de las condiciones del paciente, es como se procederá a la toma de la muestra.

Se recurre a la punción capilar cuando la cantidad de sangre que se precisa es muy pequeña o cuando por diferentes motivos no pueda practicarse una punción venosa, por ejemplo en los recién nacidos, lactantes, niños donde no se observan adecuadamente las venas, en personas con quemaduras extensas o bien en pacientes que han recibido quimioterapia por cáncer y tienen sus venas fibrosas (duras).

Bibliografía:

http://www.enfervalencia.org/ei/80/articulos-cientificos/6.pdf

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